Enzo Life Sciences

Diese Richtlinien enthalten allgemeine Hinweise zum Umgang mit Antikörperlösungen. Antikörper erfordern eine sorgfältige Handhabung, um ihre Funktion, Stabilität und Integrität zu gewährleisten. Informationen zu einzelnen Antikörpern finden Sie in den Datenblättern, auf der Produktwebseite und im Analysezertifikat.

Sollten keine schriftlichen Anweisungen vorliegen, wenden Sie sich bitte an den technischen Support, um Empfehlungen zur Handhabung bestimmter Proteine zu erhalten.

• Tragen Sie beim Umgang mit Antikörpern geeignete Laborkleidung.
• Zentrifugieren Sie die Röhrchen vor dem Öffnen 20 Sekunden lang bei 10.000 x g, um die Lösung an den Seiten und am oberen Rand des Röhrchens nach unten zu ziehen.
• Um eine Kontamination und das Einfrieren und Auftauen Ihres Antikörpers zu vermeiden, füllen Sie den Antikörper entsprechend der typischen Versuchsmenge (mindestens 10 μL) in Mikrozentrifugenröhrchen mit geringer Proteinbindung auf und frieren Sie ihn gemäß den Lagerungsrichtlinien für Ihr Produkt bei -20 °C oder -80 °C ein. Achten Sie darauf, Antikörper im hinteren Bereich des Gefrierschranks zu lagern, um Temperaturschwankungen zu vermeiden.
• Konjugierte Antikörper sind besonders anfällig für Einfrier- und Auftauzyklen. Daher werden viele von ihnen bei +4 °C gelagert, während einige bei -20 °C gelagert werden können. Die sorgfältige Beachtung der empfohlenen Handhabung ist für die Stabilität konjugierter Antikörper von entscheidender Bedeutung.
• Mit Fluorochromen, Enzymen oder Biotin konjugierte Antikörper sollten in dunklen Fläschchen gelagert oder in Folie eingewickelt werden, da Lichteinwirkung die Aktivität der Konjugate beeinträchtigt.
• Unmarkierte, lyophilisierte Antikörper sind bei Raumtemperatur oder bei 4 °C stabil. Frieren Sie sie nicht ein, es sei denn, Sie werden ausdrücklich dazu angewiesen.
• Das Fläschchen sollte bei Nichtgebrauch stets fest verschlossen sein.
• Verwenden Sie einen verdünnten Antikörper, der bei 4 °C gelagert wurde, nicht länger als einen Tag. Nach der Verdünnung sind Antikörper naturgemäß weniger stabil.
• Wenn ein Antikörper rekonstituiert werden muss, achten Sie darauf, die empfohlene Rekonstitutionslösung und Konzentration zu verwenden.
• Wenn Sie einen Antikörper für eine Anwendung einsetzen, für die er nicht empfohlen wurde, ist eine umfassende Optimierung erforderlich. Achten Sie darauf, geeignete Kontrollen einzubeziehen, insbesondere Negativkontrollen, die Ihr Zielprotein nicht exprimieren, und Positivkontrollen, die nicht Teil Ihrer Versuchsstichprobe sind (z. B. ein rekombinantes Protein oder eine Zelllysat-Kontrolle).

Diese Richtlinien enthalten allgemeine Hinweise zum Umgang mit Proteinen. Proteine erfordern eine sorgfältige Handhabung, um ihre Funktion, Stabilität und Integrität zu bewahren und unerwünschte Proteinaggregation zu verhindern. Informationen zu den einzelnen Proteinen finden Sie in den Datenblättern, auf der Produktwebseite und im Analysezertifikat.

Sollten keine schriftlichen Anweisungen vorliegen, wenden Sie sich bitte an den technischen Support, um Empfehlungen zur Handhabung bestimmter Proteine zu erhalten.

• Tragen Sie bei der Handhabung von Proteinen geeignete Laborkleidung.
• Zentrifugieren Sie das Röhrchen vor dem Öffnen stets, um sicherzustellen, dass sich das gesamte Proteinmaterial am Boden des Röhrchens angesammelt hat.
• Manche lyophilisierte Proteine sind im Röhrchen möglicherweise schwer zu erkennen. Das Aussehen nach der Lyophilisierung hängt vom jeweiligen Protein sowie vom verwendeten Lyophilisierungspuffer und den angewandten Verfahren ab.
• Verwenden Sie die empfohlene Rekonstitutionslösung und Konzentration.
• Das Fläschchen sollte bei Nichtgebrauch stets fest verschlossen sein.
• In der Regel ist es am besten, mit Proteinlösungen auf nassem Eis zu arbeiten. Niedrigere Temperaturen tragen dazu bei, die Proteinaktivität aufrechtzuerhalten, und können die Stabilität des Proteins verlängern.
• Schütteln Sie eine Proteinprobe niemals kräftig. Die bevorzugte Methode zum Mischen von Proteinlösungen ist das sanfte Vortexen oder das Mischen mit einer Mikropipette unter Verwendung einer Polypropylenspitze.
• In der Regel sind schnelles Einfrieren und schnelles Auftauen die besten Methoden, um die Proteinaktivität zu erhalten. Vermeiden Sie wiederholte Einfrier- und Auftauzyklen. Wenn häufig Proteinlösung aus dem Stammmaterial entnommen werden muss, empfiehlt es sich, das Stammproteinmaterial nach dem ersten Auftauen/der Rekonstitution des Proteins für die spätere Verwendung in Aliquots zu portionieren.
• Zum Einfrieren von Proteinen werden für das Schnellgefrieren deutlich beschriftete Polypropylenröhrchen empfohlen. Die Röhrchen in eine vorgekühlte Box umfüllen und anschließend in einen -80 °C-Gefrierschrank stellen.
• Ohne Trägerprotein sind die meisten Proteine in sehr verdünnten Konzentrationen instabil. Wenn die Stabilität in Lösung nicht überprüft wurde, sollten trägerproteinfreie Lösungen nicht auf Proteinkonzentrationen unter 100 μg/mL verdünnt werden, es sei denn, das Protein soll sofort verwendet werden.

Diese Richtlinien enthalten allgemeine Hinweise zum Umgang mit kleinen Molekülen. Kleine Moleküle erfordern sorgfältige Handhabungsverfahren, um ihre Integrität und Stabilität zu bewahren sowie das Risiko von Verunreinigungen und Fehlkennzeichnungen zu verringern. Informationen zu einzelnen Produkten finden Sie in den Datenblättern, auf der Produktwebseite und im Analysezertifikat.

Sollten keine schriftlichen Anweisungen vorliegen, wenden Sie sich bitte an den technischen Support, um Empfehlungen zum Umgang mit bestimmten kleinen Molekülen zu erhalten.

• Tragen Sie bei der Handhabung der Produkte geeignete Laborkleidung.
• Die meisten kleinen Moleküle werden durch wiederholte Einfrier- und Auftauzyklen nicht beschädigt.
• Viele unserer Produkte werden in sehr kleinen Mengen verkauft; einige sind transparent und/oder als dünne Schichten an den Wänden der Fläschchen gefriergetrocknet, was die Sicht auf den Inhalt des Fläschchens erheblich erschwert.
• Wir empfehlen die Verwendung wasserfreier Lösungsmittel bei der Arbeit mit Verbindungen, die nicht wasserlöslich sind. • Einige Verbindungen lassen sich nur schwer auflösen und erfordern zusätzliche Mischverfahren wie Vortexen, Ultraschallbehandlung oder Erwärmung, um sie vollständig in Lösung zu bringen.
• Die Verwendung der empfohlenen Lösungsmittel und Stammkonzentrationen ist wichtig. Die Verwendung unseres Produkts außerhalb der Empfehlungen oder die Verwendung höherer Konzentrationen als vorgeschlagen kann zu Löslichkeitsproblemen führen.
• Das Fläschchen sollte bei Nichtgebrauch stets fest verschlossen sein.
• Bitte beachten Sie, dass in DMSO gelöste kleine Moleküle durch die Haut dringen können. Daher ist es sehr wichtig, besonders darauf zu achten, Hautkontakt zu vermeiden.

Welche HAT-Konzentration sollte ich nach der Fusion in meine Kulturflaschen geben, wenn ich bestimmte Zellen mittels FACS isoliere?
100 µM Hypoxanthin, 0,4 µM Aminopterin und 16 µM Thymidin.

Ist es möglich, einen Zweifarben-Nachweis durchzuführen, indem man E6/E7-mRNA färbt und ein anderes Protein mit einem Alexa Fluor 594-konjugierten Antikörper unter Verwendung von ENZ-300 markiert?
Wir haben den Zweifarben-Nachweis durch Färbung der E6/E7-mRNA und Markierung eines anderen Proteins mit einem Alexa Fluor 594-konjugierten Antikörper nicht validiert. Die E6/E7-RNAs werden nicht markiert, sondern mit einer markierten Sonde hybridisiert. Der Fixierungsschritt könnte bei der anschließenden Analyse mittels PCR zu einigen Problemen führen, sollte aber im Allgemeinen kein Problem darstellen.

Leberlysatproben zeigen bei der Untersuchung mit dem polyklonalen HO-1-Antikörper ADI-SPA-896 zwei Banden im Western-Blot. Wie lässt sich das Auftreten von zwei Banden erklären?
Das auf der Produktseite zu ADI-SPA-896 gezeigte Western-Blot-Bild zeigt zwei nachgewiesene Banden. Eine davon ist HO-1 in voller Länge, und die untere Bande ist eine verkürzte Version. Proteinverkürzungen könnten das Ergebnis von Proteaseaktivität oder einer vorzeitigen Termination aufgrund des Vorhandenseins eines Terminationscodons sein.

Welche Kontrollen sind in den AMPIPROBE®-Extraktionskontrollen für bakterielle Vaginose enthalten?
Die enthaltenen Kontrollen sind wie folgt:
- Negative Extraktionskontrolle
- BV-positive Extraktionskontrolle
- „No BV“-Zielkontrolle

Wie hoch ist die Konzentration des monoklonalen Antikörpers gegen das α-Gal-Epitop (Galα1-3Galβ1-4GlcNAc-R) (M86, ALX-801-090-1)?
Der monoklonale Antikörper gegen das α-Gal-Epitop wird als teilweise gereinigtes Ammoniumsulfat-Präzipitat aus Gewebekultur-Überstand angeboten. Das gelieferte Volumen beträgt 4 ml pro Fläschchen. Da es sich bei diesem Präparat nicht um einen affinitätsgereinigten mAb handelt, wird die tatsächliche IgM-Konzentration nicht bestimmt. Um sicherzustellen, dass jede Charge eine ähnliche Menge an mAb enthält, wird ein ELISA durchgeführt, um die Antikörpertiter zu bestätigen.

Wie wird der monoklonale Antikörper gegen den Melanom-Marker (human) (HMB45), ENZ-C34930, aus Aszites gereinigt?
Nach der Ammoniumsulfat-Fällung der Aszitesflüssigkeit wird der Überstand auf einer Protein-G-Säule weiter gereinigt.

Bitte geben Sie die Aminosäuresequenz des FLAG-Tags für Irisin (human), (rekombinant) (aktiv), ADI-908-307 an.
FLAG ist eine kurze Sequenz aus 8 Aminosäuren (DYKDDDDK), und es gibt keinen weiteren Linker. Die Aminosäuren 32–143 von Irisin, die die extrazelluläre Domäne von FNDC5 bilden, sind am N-Terminus an ein FLAG®-Tag fusioniert.

Wie groß ist die Chargenvariation beim CHO-HCP-ELISA-Kit?
Im Allgemeinen sind die Antikörper stabil, und wir wechseln die Quelle des Serums/der Blutproben nicht regelmäßig. Die Antikörper werden alle 3–4 Jahre aus derselben Serumcharge gereinigt. Vergleichsstudien haben gezeigt, dass sie vergleichbar sind und nur minimale Schwankungen aufweisen. Sollten geringfügige, nachweisbare Chargenschwankungen bei den Antikörpertitern auftreten, werden diese durch die unveränderlichen HCP-Standards automatisch korrigiert.

Kann eine grobe Schätzung der Antikörperkonzentration des monoklonalen Antikörpers gegen das α-Gal-Epitop (Galα1-3Galβ1-4GlcNAc-R) (M86, ALX-801-090-1) angegeben werden?
Der Überstand der Ammoniumsulfat-Präzipitat-Hybridom-Gewebekultur wird konzentriert und kann bis zu einem Gesamtproteingehalt von >10 mg/ml enthalten. Dies entspräche einem Anteil des Antikörpers in der Zubereitung von weniger als 5 % des Gewichts.

Wurde der auf der FSH-Mikrotiterplatte beschichtete monoklonale Maus-Antikörper gegen das gesamte Molekül des humanen FSH aus dem ELISA-Kit hergestellt?
Der auf der FSH-Mikrotiterplatte beschichtete Antikörper wurde gegen das vollständige humane FSH erzeugt.

Was ist die Spezifität des Detektionsantikörpers im FSH-ELISA-Kit?
Der Detektionsantikörper wurde gegen die FSHβ-Untereinheit erzeugt. Daher wird in diesem Sandwich-Assay das Beta-FSH nachgewiesen und gemessen.

Wie kann ich die Empfindlichkeit des Signals verbessern?
Die Bedingungen hinsichtlich Zelldichte, Kulturmedium und Inkubation müssen eingehalten werden. Es ist sehr wichtig, dass sich kein Zellwachstumsmedium in der 96-Well-Platte befindet. Das Vorhandensein von Zellwachstumsmedium kann zu einer ungeeigneten Konditionierung der Zellen führen und könnte niedrigere Signale erklären. Zellen in Zellwachstumsmedium müssen in PBS gewaschen und in der richtigen Zelldichte in Zellassaymedium in die 96-Well-Platte gegeben werden. Ein weiterer zu berücksichtigender Faktor ist die vollständige Rekonstitution von Wnt3a in entionisiertem Wasser. Nach der Rekonstitution kann Wnt3a im Assay-Verdünnungsmittel verdünnt werden. Die optimale Konzentration von Wnt3a muss vom Anwender selbst ermittelt werden; die Konzentrationsspanne liegt zwischen 150 und 500 ng/ml. Die Inkubationszeit der Zellen in Wnt3a kann bei Bedarf von 12 auf 20 Stunden verlängert werden. Wir empfehlen außerdem die Verwendung schwarzer 96-Well-Platten mit transparentem Boden, um Wechselwirkungen zwischen den Wells zu begrenzen und das Signal-Rausch-Verhältnis zu verbessern.

Würden beim Protein-A-EIA-Kit Waschpufferrückstände den Assay beeinträchtigen?
Am besten klopft man die Platte nach dem Waschen leicht ab, um sicherzustellen, dass kein Waschpuffer in den Vertiefungen zurückbleibt. Dies kann vorsichtig erfolgen, indem man die gewaschene Platte einige Male leicht auf ein fusselfreies Papiertuch klopft. Es ist wichtig, einige Sekunden lang zu klopfen, um ein Austrocknen des gebundenen Materials zu vermeiden.

Ist die LEADING LIGHT Wnt-Reporter-Zelllinie stabil?
Die LEADING LIGHT Wnt-Reporter-Zelllinie ist eine stabil transfizierte Zelllinie. Obwohl sie stabil ist, verliert die Zelllinie je nach Sorgfalt bei der Kultivierung dieser Zellen (maximal 60 % Konfluenz) zwischen der 15. und 20. Passage an Signalstärke. Deshalb raten wir unseren Kunden generell, so viele Aliquots aus frühen Passagen wie möglich einzufrieren. Auf diese Weise sollten Sie diese Zellen über einen sehr langen Zeitraum nutzen und so viele Experimente wie möglich durchführen können.

Würden beim Protein-A-EIA-Kit die Messwerte beeinträchtigt, wenn die Vertiefungen austrocknen, nachdem der Pufferrest abgewischt wurde?
Es sollte darauf geachtet werden, dass die Vertiefungen nicht austrocknen, da dies die Messwerte beeinträchtigen könnte.

Kann ich die Zellen direkt aus dem Flüssigstickstoff verwenden?
Wir raten davon ab, die Zellen direkt aus dem Flüssigstickstoff zu verwenden. Die Zellen müssen sich in ihrer exponentiellen Wachstumsphase befinden, um aussagekräftige Ergebnisse zu liefern. Darüber hinaus ist diese Zelllinie stabil transfiziert und benötigt ein selektives Milieu. Das Zellwachstumsmedium enthält Selektionsmittel. Die Zellen müssen vor der Durchführung des Assays eine Phase im Zellwachstumsmedium durchlaufen. Diese Selektion ist notwendig, um sicherzustellen, dass 100 % der Zellen im Assay positiv auf unser Luciferase-Wnt-Responsive-Element-Konstrukt reagieren.

Wie lange sollte ich meine Zellen nach Zugabe des Luciferase-Substrats inkubieren?
Die Signale sollten 10 Minuten nach Zugabe des Luciferase-Substrats mit einer Mehrkanalpipette abgelesen werden. Das Signal ist stabil genug, um das Substrat vor dem Ablesen auf die gesamte Platte zu geben. Nach mehr als 20–25 Minuten beginnt das Signal abzunehmen.

Welches Gerät sollte ich zur Messung der Wnt-Aktivität verwenden?
Es wird ein Plattenluminometer benötigt, das Chemilumineszenz messen kann. Das von unserer LEADING LIGHT Wnt-Reporterzelllinie emittierte Licht hat eine Wellenlänge von 560 nm. Auch einige Strahlungszähler können geeignet sein. Wir verwenden in der Regel eine Integrationszeit von 0,1 Sekunden. Bei sehr schwachem Signal können Sie die Integrationszeit auf bis zu eine Sekunde erhöhen.

Warum wird für die ELISA-Datenanalyse eine 4P-Kurvenanpassung empfohlen und wo erhalte ich Zugang zu dieser Datenanalysesoftware?
Die logistische 4P-Kurvenanpassung ist eine genauere Methode zur Datenanalyse. Viele Plattenlesegeräte verfügen über die Möglichkeit, eine 4P-Kurvenanpassung durchzuführen, und die Software ist bereits auf dem Lesegerät bzw. dem Computer vorinstalliert. Erkundigen Sie sich beim Hersteller Ihres Plattenlesegeräts, ob dieses Gerät auf die Software zugreifen und sie nutzen kann.

Allgemeine Handhabungs- und Lagerungshinweise sowie Haltbarkeit

Verbindungsbibliotheken sollten bei Raumtemperatur aufgetaut werden. Nach dem Auftauen können die Platten vorsichtig zentrifugiert werden, um eventuelle Flüssigkeit von der Oberseite bzw. den Seiten der Vertiefungen abzuscheiden. Die Verschlussstreifen sollten sorgfältig entfernt werden. Anschließend können Sie die Verbindungen bei Bedarf auf zusätzliche „Tochterplatten“ aliquotieren. Die Stabilität unserer Bibliotheken hängt in hohem Maße von der Anzahl der Einfrier- und Auftauzyklen ab. Unsere Wirkstoffbibliotheken können etwa 6 bis 8 Mal eingefroren und aufgetaut werden, ohne dass die Integrität der Wirkstoffe nennenswert beeinträchtigt wird. Die Masterplatte und die Tochterplatten sollten bei -80 °C gelagert werden. Stammlösungen sollten ab dem Lieferdatum mindestens ein Jahr lang stabil sein. Mit 100 % reinem, wasserfreiem DMSO verdünnte Lösungen sollten ebenfalls bei -80 °C gelagert werden und sind mindestens drei Monate haltbar. Wir können jedoch keine Garantie für die Stabilität unserer Bibliotheken übernehmen, wenn Sie zur Herstellung verdünnter Stammlösungen ein anderes Verdünnungsmittel als DMSO verwenden.

Welche Platten werden zur Verpackung dieser Bibliotheken verwendet?

Die Bibliotheken werden in 96-Well-Deep-Well-Platten von Corning Costar oder Thermo Matrix verpackt. Der Name des Herstellers ist am Rand der Platte in den Kunststoff eingeprägt.

Wozu werden Wirkstoffbibliotheken verwendet?

Im Allgemeinen hat ein Labor oder ein Unternehmen, das an einem Hochdurchsatz-Screening zur Wirkstoffforschung interessiert ist, bereits einen Assay für das Enzym oder System etabliert, das für sie von Interesse ist. Dies kann beispielsweise ein Enzym sein, dessen Aktivität mit einem bestimmten Krankheitszustand in Verbindung steht, oder ein Rezeptor, von dem man annimmt, dass er an einer bestimmten Signalkaskade beteiligt ist, oder ein neu entdecktes Enzym, das man charakterisieren möchte. Der Anzahl der gleichzeitig untersuchten Wirkstoffpopulationen sind im Wesentlichen keine Grenzen gesetzt. Sehr oft wird dieser Prozess robotergestützt automatisiert, um eine schnellere Abwicklung ohne das Risiko menschlicher Fehler zu ermöglichen. Es liegt vollständig im Ermessen des Kunden, den Assay für das jeweilige System von Interesse zu entwickeln, zu testen und eventuelle Probleme zu beheben. Sobald das Assay-System etabliert ist, kann der Screening-Prozess tatsächlich beginnen. Es werden mehrere Reaktionsvertiefungen vorbereitet (häufig im 96-Well-Format, obwohl auch 384-Well-Platten verwendet werden können). In jede Reaktionsvertiefung wird dann eine einzelne Verbindung aus der Bibliothek gegeben. Je nach Art des Assays wird das Ergebnis durch den Vergleich der behandelten Proben mit den Kontrollen weiter ausgewertet. Verbindungen, die das Signal entweder verstärken oder abschwächen (je nach dem jeweiligen Experiment), gelten als „Hits“ oder „Leitkandidaten“. Nach dem ersten Screening werden die Leitkandidaten mit weiteren Assays genauer untersucht. Dazu können Assays mit gereinigten Enzymen zur Bestimmung von Inhibitorenkonstanten, kinetische Untersuchungen usw. gehören.

Kann ich die Bibliothek, an der ich interessiert bin, individuell anpassen?

Die Bibliotheken können an Ihre experimentellen Anforderungen angepasst werden.

Kann ich den IC50-Wert der in Ihren SCREEN-WELL-Verbindungsbibliotheken enthaltenen Verbindungen erhalten?

Wir testen nicht auf IC50-Werte. IC50-Werte sind nicht immer verfügbar, und wenn doch, gelten sie nur für einen bestimmten Assay unter bestimmten Bedingungen.

Wie werden die Plattenübersichten und die Dokumentation für jede Verbindung in den Bibliotheken bereitgestellt?

Eine umfassende Dokumentation zu jeder Verbindung sowie die Plattenkarte werden zusammen mit der Bibliothek auf einer CD geliefert.

Können Microcystine mit ultrareinem Wasser oder nur mit dem ursprünglich zum Auflösen verwendeten Lösungsmittel seriell zu Arbeitsstandards mit niedrigerer Konzentration verdünnt werden?

Eine Verdünnung auf niedrigere Konzentrationen mit dem Lösungsmittel sollte problemlos möglich sein. Es wird empfohlen, serielle Verdünnungen mit Lösungsmitteln und nicht mit ultrareinem Wasser durchzuführen.